[분자생물학] 게놈 구조와 유전정보 흐름

왜 이걸 알아야 하는가

NGS 분석을 하다 보면 BAM 파일에서 리드가 게놈 어디에 쌓이는지, VCF에서 변이가 어떤 영역에 있는지, RNA-seq에서 어떤 유전자가 얼마나 발현됐는지를 계속 들여다보게 됩니다.

그런데 이 모든 해석의 전제가 되는 질문이 있습니다.

"게놈은 어떻게 생겼고, 유전정보는 어떤 순서로 흘러가는가?"

 

이걸 모르면 변이가 엑손에 있는지 인트론에 있는지의 차이가 왜 중요한지, RNA-seq 리드가 왜 특정 위치에만 몰리는지, 코돈 하나가 바뀌었을 때 왜 어떤 건 심각하고 어떤 건 무해한지를 이해할 수 없습니다.

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센트럴 도그마 — 분석 관점으로 다시 보기

기본 흐름

센트럴 도그마(Central Dogma)는 유전정보가 흐르는 방향을 말합니다.

DNA  →  RNA  →  단백질
    전사       번역

교과서에서는 이걸 생명현상의 근본 원리로 배우지만, 분석 관점에서는 내가 지금 다루는 데이터가 이 흐름의 어느 단계를 보고 있는가로 읽어야 합니다.

 

분석 종류	보는 단계	측정하는 것
WGS / WES	DNA	게놈 서열, 변이 위치
RNA-seq	RNA	어떤 유전자가 얼마나 전사됐는가
Proteomics	단백질	최종 산물의 양과 변형

 

여기서 중요한 점이 하나 있습니다.

각 단계는 독립적으로 조절됩니다.

DNA에 변이가 있어도 RNA나 단백질에 영향이 없을 수 있고, RNA 발현량이 높아도 단백질 양이 반드시 높은 건 아닙니다.

그래서 WGS로 변이를 찾았다고 끝이 아니고, RNA-seq 결과가 곧 단백질 발현 결과도 아닙니다.

분석 결과를 해석할 때 이 층위를 항상 구분해야 합니다.

DNA 복제 (Replication)

세포가 분열하기 전에 DNA를 통째로 복사하는 과정입니다. DNA 중합효소(DNA Polymerase)가 두 가닥을 각각 주형 삼아 새 가닥을 합성합니다. 복제가 끝나면 동일한 이중나선 두 개가 만들어집니다.

 

분석과의 연결: 복제 과정에서 발생한 오류가 교정되지 않으면 변이(mutation)로 남습니다. 특히 암에서 체세포 변이(somatic mutation)의 주요 기원이 복제 오류입니다. COSMIC 데이터베이스에서 보는 mutation signature가 복제 오류 패턴을 반영합니다.

전사 (Transcription)

DNA 이중나선 중 한 가닥(template strand, 주형 가닥)을 읽어서 RNA를 합성하는 과정입니다.

RNA 중합효소(RNA Polymerase)가 프로모터에 결합하면서 시작됩니다.

• Template strand vs Coding strand: RNA 중합효소는 template strand를 3'→5' 방향으로 읽으면서 RNA를 5'→3' 방향으로 합성합니다. 합성된 RNA 서열은 template strand의 상보적 서열, 즉 coding strand(non-template strand)와 같습니다. (T 대신 U) 이 구분이 헷갈리는 이유는 "코딩"이라는 단어가 template strand가 아닌 쪽에 붙기 때문입니다. 실제로 정보를 "읽는" 건 template strand지만, 정보를 "담고 있다"는 의미에서 coding strand라고 부릅니다.
• Pre-mRNA → mature mRNA: 전사 직후 만들어진 건 pre-mRNA입니다. 아직 인트론이 포함된 상태입니다. 이후 스플라이싱(Splicing)을 거쳐 인트론이 제거되고 엑손만 연결된 성숙 mRNA(mature mRNA)가 됩니다. RNA-seq에서 읽는 건 이 성숙 mRNA입니다.

분석과의 연결: RNA-seq 리드가 게놈에 정렬될 때 인트론 부분을 건너뛰어서 정렬되는 경우가 생깁니다(spliced alignment). STAR, HISAT2 같은 RNA-seq 전용 정렬 도구가 필요한 이유입니다. BWA-MEM 같은 DNA 정렬 도구로 RNA-seq 데이터를 돌리면 안 되는 이유이기도 합니다.

번역 (Translation)

성숙 mRNA가 리보솜(Ribosome)에 결합하면, tRNA가 코돈(mRNA의 3염기 단위)을 인식하면서 아미노산을 순서대로 연결해 단백질을 만드는 과정입니다.

• 리보솜은 소단위체(40S)와 대단위체(60S)로 구성됩니다 (진핵생물 기준).
• tRNA는 한쪽 끝에 안티코돈(anticodon)을, 반대편 끝에 해당 아미노산을 붙이고 있습니다. 안티코돈이 mRNA 코돈과 상보적으로 결합하는 방식으로 아미노산을 정확히 가져옵니다.
• 번역은 AUG(메티오닌 코돈)에서 시작해 종결 코돈(UAA, UAG, UGA)에서 끝납니다.

분석과의 연결: 변이가 코돈을 바꾸면 아미노산이 달라지고 단백질 기능에 영향을 줍니다. 어떤 변이가 얼마나 심각한지를 판단하는 핵심이 코돈 해석입니다. 이건 아래 섹션에서 자세히 다룹니다.

역전사 (Reverse Transcription)

RNA → DNA 방향의 흐름입니다.

레트로바이러스(HIV 등)가 역전사효소(Reverse Transcriptase)를 이용합니다.

 

분석과의 연결: RNA-seq 라이브러리 제작 시 mRNA를 cDNA(complementary DNA)로 변환하는 과정이 역전사입니다. 시퀀서는 RNA를 직접 읽지 못하기 때문에 cDNA로 바꿔서 시퀀싱합니다. Long-read RNA-seq(ONT direct RNA sequencing)은 예외적으로 RNA를 직접 읽을 수 있습니다.

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게놈 구성 — 각 영역이 분석에서 어떻게 다르게 다뤄지는가

인간 게놈은 약 30억 염기쌍(bp)입니다.

그런데 이 중 단백질을 직접 코딩하는 서열은 전체의 약 1.5%에 불과합니다.

나머지는 뭔가로 채워져 있는데, 각 영역이 뭔지를 아는 게 중요한 이유는 변이가 어느 영역에 있느냐에 따라 분석 방법과 임상적 의미가 완전히 달라지기 때문입니다.

 

아래 그림은 유전자 하나의 게놈 구성을 나타냅니다.

5' ───[인터제닉]───[프로모터]─[5'UTR]─[엑손1]─[인트론1]─[엑손2]─[인트론2]─[엑손3]─[3'UTR]───[인터제닉]─── 3'
                              ↑TSS                                                    ↑폴리A 시그널
                              |←────────────────── 전사 단위 (유전자) ──────────────────→|
                                         |←────── pre-mRNA ──────→|
                              |←5'UTR→| |←──── CDS (ORF) ────→| |←3'UTR→|  ← mature mRNA

엑손 (Exon)

스플라이싱 후 성숙 mRNA에 남아있는 서열입니다. 단백질을 코딩하는 CDS(Coding Sequence)가 포함돼 있습니다. 유전자 하나에 평균 8~9개의 엑손이 있습니다.

 

중요한 구조적 사실: 첫 번째 엑손은 5' UTR을 포함하고, 마지막 엑손은 3' UTR과 폴리A 시그널을 포함합니다. 즉 UTR도 엑손의 일부입니다.

 

분석과의 연결: WES(Whole Exome Sequencing)는 엑솜(모든 엑손의 합)만 타깃으로 캡처해 시퀀싱합니다. 전체 게놈의 약 1.5%만 보지만 임상적으로 의미 있는 변이의 상당수가 여기 있어서 비용 대비 효율이 높습니다. 단, 엑손 밖 변이는 원칙적으로 WES로 잡히지 않습니다.

인트론 (Intron)

pre-mRNA에서 스플라이싱으로 제거되는 서열입니다.

엑손과 엑손 사이에 위치합니다.

 

인트론이 왜 존재하는가: 진화적으로 exon shuffling 가설이 있습니다. 인트론이 경첩 역할을 해서 서로 다른 엑손 조합이 가능해지고, 이게 단백질 다양성을 만들어냈다는 설명입니다. 실제로 대안적 스플라이싱(alternative splicing)이 가능한 것도 인트론 덕분입니다.

 

인트론 내 중요한 서열:

• 스플라이스 사이트: 인트론 양쪽 끝. 5' 끝은 GT로 시작하고(splice donor), 3' 끝은 AG로 끝납니다(splice acceptor). 이를 GT-AG 규칙이라 합니다. 이 서열이 변이로 망가지면 스플라이싱 자체가 실패합니다.
• 브랜치 포인트: 인트론 3' 끝에서 약 18~40bp 상류에 위치하는 서열입니다. 스플라이싱 과정에서 lariat(올가미) 구조가 형성될 때 필요한 아데노신(A)이 여기 있습니다.

분석과의 연결: WES 파이프라인은 기본적으로 엑손을 보지만, 스플라이스 사이트 ±1~2bp는 임상적 의의가 높아서 대부분의 파이프라인에서 포함해 분석합니다. 반면 딥 인트로닉 변이(deep intronic variant, 스플라이스 사이트에서 멀리 떨어진 인트론 내 변이)는 WGS에서만 잡힙니다. 최근 희귀질환 진단에서 WES로 진단 못 한 케이스를 WGS로 재분석해 딥 인트로닉 변이를 찾는 사례가 늘고 있습니다.

UTR (Untranslated Region)

mRNA에는 포함되지만 단백질로 번역되지 않는 영역입니다.

엑손의 일부입니다.

• 5' UTR: 번역 시작 코돈(AUG) 앞에 위치합니다. 번역이 얼마나 효율적으로 일어나는지를 조절합니다. Kozak sequence(AUG 주변 맥락 서열)가 번역 개시 효율에 영향을 줍니다. 5' UTR에 upstream ORF(uORF)가 있으면 주 ORF의 번역을 억제하기도 합니다.
• 3' UTR: 번역 종결 코돈 뒤에 위치합니다. miRNA 결합 부위(MRE, miRNA Response Element)가 존재해서 miRNA가 결합하면 mRNA가 분해되거나 번역이 억제됩니다. 폴리A 시그널도 여기 있습니다.

분석과의 연결: 3' UTR 변이는 VCF에서 3_prime_UTR_variant로 주석됩니다. 단백질 서열을 바꾸지 않아서 무해해 보이지만, miRNA 결합 사이트를 건드리면 유전자 발현 자체가 달라질 수 있습니다. 필터링 시 무조건 제외하지 않도록 주의해야 합니다.

 

인트로닉 영역 (Intronic Region)

인트론 내에서 스플라이스 사이트를 제외한 나머지 서열입니다. 깊은 인트론 영역이라고도 합니다.

전통적으로 기능이 없다고 여겨졌지만, 실제로는 다음과 같은 기능을 합니다.

• 인핸서나 사일런서 같은 시스-조절 요소(cis-regulatory element)가 인트론 내에 위치하는 경우가 있습니다.
• 딥 인트로닉 변이가 splicing enhancer/silencer를 건드려 이상 스플라이싱을 유발할 수 있습니다. 이 경우 새로운 가짜 엑손(pseudo-exon)이 삽입되는 형태로 나타나기도 합니다.

분석과의 연결: WES 분석에서 진단율이 30~40% 수준에서 막히는 이유 중 하나가 딥 인트로닉 변이를 놓치기 때문입니다. WGS 전환의 주요 동기 중 하나입니다.

인터제닉 영역 (Intergenic Region)

유전자와 유전자 사이의 서열입니다. 게놈의 상당 부분을 차지합니다.

완전히 기능이 없는 건 아닙니다.

• 인핸서(Enhancer): 수십~수백 kb 떨어진 유전자의 전사를 활성화하는 조절 서열입니다. 3D 게놈 구조(chromatin looping)를 통해 멀리 있는 프로모터와 상호작용합니다.
• lncRNA 유전자: 단백질을 코딩하지 않는 긴 RNA(lncRNA)를 생성하는 유전자가 인터제닉 영역에 있습니다.
• 반복 서열(Repeat elements): SINE(Alu 등), LINE(L1 등), LTR 등이 게놈의 약 45%를 차지합니다.
  • SINE(Short Interspersed Nuclear Elements): 약 300bp 이하의 짧은 반복 서열입니다. 인간 게놈에서 가장 흔한 건 Alu element(약 300bp, 100만 개 이상 존재)입니다.
  • LINE(Long Interspersed Nuclear Elements): 수 kb 길이의 긴 반복 서열입니다. L1이 대표적입니다.
  • LTR 요소: 레트로바이러스 유래 서열입니다.

분석과의 연결: 반복 서열 영역에서는 리드가 게놈의 여러 위치에 동일하게 정렬되는 멀티매핑(multi-mapping) 문제가 생깁니다. 이 리드들은 보통 분석에서 제외(MAPQ 필터링)하기 때문에 반복 서열 내 변이나 CNV 탐지가 어렵습니다. Long-read 시퀀싱이 이 문제를 상당 부분 해결합니다.

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유전자 구조 — 전사의 시작부터 끝까지

유전자 발현의 흐름을 구조 요소와 함께 따라가보면 이렇습니다.

[프로모터에 전사인자 결합]
        ↓
[TSS에서 전사 시작]
        ↓
[5'UTR 합성]
        ↓
[엑손-인트론 반복 구조 전사 → pre-mRNA]
        ↓
[3'UTR 합성]
        ↓
[폴리A 시그널에서 전사 종결 + 폴리아데닐화]
        ↓
[스플라이싱 → mature mRNA]
        ↓
[핵 밖으로 수송 → 번역]

프로모터 (Promoter)

RNA 중합효소와 전사인자가 결합하는 유전자 상류(upstream) 서열입니다. TSS 기준으로 -1 ~ -1000bp 정도의 범위를 프로모터로 봅니다.

구성 요소:

• 핵심 프로모터(Core promoter): RNA Pol II가 결합하는 최소 영역입니다. TSS 직전 -40bp 내외입니다.
  • TATA box: TSS 약 -25~-30bp. RNA Pol II 복합체 조립의 닻 역할을 합니다. 모든 유전자에 있지는 않습니다.
  • Initiator(Inr): TSS를 직접 포함하는 서열입니다. TATA box 없는 유전자에서 특히 중요합니다.
  • DPE(Downstream Promoter Element): TSS 하류 +28~+32bp. Inr과 함께 기능합니다.
• 근위 프로모터(Proximal promoter): -250bp 내외입니다. 전사인자 결합 부위(TF binding site) 다수를 포함합니다.
• 원위 프로모터(Distal promoter): -250bp 이상입니다. 조직 특이적 조절에 관여합니다.

분석과의 연결: 프로모터 변이는 전사량 자체를 바꾸기 때문에 임상적으로 중요합니다. 그런데 WES 타깃 영역에 포함되지 않는 경우가 많아서 WES로는 놓칩니다. TERT 프로모터 변이(흑색종, 신경교종에서 발견)처럼 암에서 중요한 프로모터 변이도 WGS나 targeted panel이 아니면 탐지가 어렵습니다.

TSS (Transcription Start Site)

전사가 시작되는 정확한 염기 위치입니다. 여기서부터 RNA가 합성됩니다. 5' UTR의 첫 번째 염기가 됩니다.

하나의 유전자가 여러 TSS를 가질 수 있습니다(alternative TSS). 이 경우 서로 다른 5' UTR을 가진 isoform이 만들어집니다. 발현 조직이나 발생 단계에 따라 어떤 TSS가 사용되는지 달라집니다.

 

분석과의 연결: RNA-seq 데이터에서 5' 쪽 리드가 집중적으로 쌓이는 지점이 TSS입니다. CAGE(Cap Analysis Gene Expression) 시퀀싱은 TSS를 정밀하게 매핑하는 기술입니다. alternative TSS 사용은 RNA-seq에서 isoform 분석을 통해 확인할 수 있습니다.

ORF (Open Reading Frame)

번역 시작 코돈(AUG)부터 종결 코돈(UAA, UAG, UGA) 직전까지의 서열입니다. CDS(Coding Sequence)와 같은 의미로 쓰입니다. 실제로 단백질로 번역되는 구간입니다.

 

헷갈리는 포인트: ORF와 exon은 다릅니다. ORF는 번역되는 구간이고, exon은 mRNA에 남는 구간입니다. 첫 번째와 마지막 exon의 UTR 부분은 exon이지만 ORF가 아닙니다.

5' UTR 내에 주 ORF 앞에 작은 ORF(uORF, upstream ORF)가 있는 경우가 있습니다. uORF가 있으면 리보솜이 주 ORF에 도달하기 전에 이미 번역을 시작하고 끝내기 때문에 주 ORF의 번역 효율이 떨어집니다.

 

분석과의 연결: ORF 내 frameshift나 nonsense 변이가 생기면 단백질 기능이 심각하게 망가지기 때문에 변이 해석에서 최우선으로 검토합니다. VEP, SnpEff 같은 주석 도구가 변이 위치가 ORF 내인지 UTR인지를 자동으로 판단해 결과를 냅니다.

폴리A 시그널 (Poly-A Signal)

3' UTR 내에 위치하는 서열로 전사 종결을 유도합니다. 대표 서열은 AATAAA (헥사머)입니다. 이 시그널 하류 10~30bp 지점에서 mRNA가 절단되고, 그 자리에 폴리아데닐화 효소(Poly-A Polymerase)가 약 200개의 아데노신(폴리A 꼬리, poly-A tail)을 붙입니다.

 

폴리A 꼬리의 역할: mRNA 안정성 유지(분해로부터 보호), 핵 밖으로의 수송 촉진, 번역 개시 관여입니다.

Alternative Polyadenylation(APA): 동일 유전자에서 여러 폴리A 시그널을 선택적으로 사용해 3' UTR 길이가 다른 isoform이 만들어지는 현상입니다. 3' UTR 길이가 달라지면 miRNA 결합 사이트 수가 달라지고 발현 조절도 달라집니다. 세포 상태, 조직, 발생 단계에 따라 APA 패턴이 다릅니다.

 

분석과의 연결: RNA-seq 라이브러리에서 poly-A selection 방식은 이 폴리A 꼬리에 oligo-dT 프라이머를 결합시켜 mRNA만 선택적으로 포집하는 원리입니다. 3' UTR에 리드가 몰리는 3' bias가 생기는 이유 중 하나이기도 합니다. APA 분석은 별도 도구(DaPars, APAlyzer 등)를 씁니다.

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코돈 테이블과 아미노산 변화 해석

코돈의 기본 원리

mRNA의 연속된 3개 염기가 하나의 아미노산을 지정합니다. 이 3염기 단위를 코돈(Codon)이라 합니다.

• 4가지 염기(A, U, G, C)의 3자리 조합 → 4³ = 64가지 코돈
• 지정하는 대상: 20가지 아미노산 + 3가지 종결 코돈
• 64 > 23이므로 하나의 아미노산이 여러 코돈에 의해 코딩될 수 있습니다 → 코돈 축중성(Degeneracy)

코돈 축중성이 중요한 이유: 염기가 바뀌어도 아미노산이 안 바뀔 수 있습니다(synonymous variant). 반대로 염기 하나만 바뀌어도 완전히 다른 아미노산이나 종결 코돈이 될 수 있습니다(missense, nonsense variant).

종결 코돈 3가지

코돈	이름	의미
UAA	Ochre	번역 종결
UAG	Amber	번역 종결
UGA	Opal (Umber)	번역 종결

 

이름까지 외울 필요는 없지만, UGA는 예외적으로 셀레노시스테인(selenocysteine)을 코딩하기도 한다는 점은 알아두면 좋습니다.

시작 코돈

AUG → 메티오닌(Methionine, Met, M)입니다. 모든 단백질은 이 코돈에서 번역을 시작합니다. 시작 코돈이 변이로 손상되면(start-loss variant) 번역 자체가 안 되거나 하류의 다른 AUG에서 비정상 단백질이 만들어집니다.

단일 코돈을 가진 아미노산

• 메티오닌 (Met, M): AUG 하나뿐입니다. 이 위치의 변이는 무조건 missense 또는 start-loss입니다.
• 트립토판 (Trp, W): UGG 하나뿐입니다. 이 위치의 변이는 무조건 missense 또는 nonsense입니다.

반면 Leucine, Serine, Arginine은 각각 6개의 코돈을 가집니다. 이 위치의 변이는 synonymous가 될 가능성이 상대적으로 높습니다.

변이 유형과 코돈 변화

코돈 하나가 어떻게 바뀌느냐에 따라 결과가 달라집니다.

Synonymous (동의 변이)

CTT → CTC  (둘 다 Leucine, Leu, L)
아미노산 변화 없음. 단백질 서열 유지.

 

무해해 보이지만 완전히 무시할 수 없습니다. 코돈 사용 빈도(codon usage bias) 차이로 번역 속도가 달라지거나, 스플라이스 사이트 인근이라면 스플라이싱 조절에 영향을 줄 수 있습니다.

Missense (미스센스 변이)

GAG → AAG  (Glutamic acid, Glu, E → Lysine, Lys, K)
아미노산 변화. 단백질 기능 영향은 케이스마다 다름.

 

바뀐 아미노산의 성질 차이가 얼마나 큰가에 따라 영향이 다릅니다.

• Conservative: 비슷한 성질로 변화 → 기능 영향 적을 가능성이 높습니다.
  • Asp(D) → Glu(E): 둘 다 음전하, 산성
  • Val(V) → Ile(I): 둘 다 소수성, 무극성
• Non-conservative: 성질이 크게 달라지는 변화 → 기능 영향 클 가능성이 높습니다.
  • Glu(E) → Lys(K): 음전하 → 양전하 (전하 완전 반전)
  • Gly(G) → Arg(R): 소수성 → 양전하, 크기도 대폭 증가

Nonsense (넌센스 변이)

GAG → TAG  (Glutamic acid → Stop codon)
조기 종결 코돈(Premature Stop Codon, PTC) 생성.
단백질이 정상보다 짧게 잘림 → 대부분 기능 손실(LoF).

 

NMD(Nonsense-Mediated Decay): PTC가 마지막 엑손-엑손 경계(EJC)에서 50~55bp 이상 상류에 위치하면 mRNA 자체가 분해되는 감시 메커니즘입니다. 비정상 단백질이 만들어지는 대신 mRNA가 통째로 제거됩니다. 단, NMD가 항상 일어나는 건 아닙니다. PTC 위치, 조직, 유전자에 따라 NMD 효율이 다릅니다.

Frameshift (프레임시프트 변이)

정상:      ATG-GAA-CTG-TAC-TGA
1bp 결실:  ATG-AAC-TGT-ACT-GA...  (이후 모든 코돈이 달라짐)

 

3의 배수가 아닌 삽입/결실로 읽기 틀(reading frame)이 어긋납니다. 변이 이후의 모든 아미노산 서열이 달라지고 어딘가에서 조기 종결 코돈이 출현합니다. 거의 대부분 심각한 기능 손실입니다.

Stop-loss (종결 코돈 소실)

TGA(Stop) → TGG(Trp)
번역이 멈추지 않고 계속 진행 → 비정상적으로 긴 단백질 생성.

 

VCF에서 stop_lost로 주석됩니다.

Start-loss (시작 코돈 소실)

ATG → ACG  (Met → Thr)
번역 시작 불가 → 단백질 생성 안 됨 또는 하류 AUG에서 비정상 시작.

 

VCF에서 start_lost로 주석됩니다.

HGVS 표기법 — VCF에서 변이 읽는 방법

변이를 표기하는 표준 방식입니다. VEP, SnpEff 주석 결과에서 항상 나옵니다.

수준	표기 예시	의미
게놈(g.)	g.12345G>A	게놈 좌표 12345번 위치 G→A
전사체(c.)	c.226G>A	CDS 226번 위치 G→A
단백질(p.)	p.Glu76Lys 또는 p.E76K	76번 아미노산 Glu→Lys

 

c. 표기에서 숫자 앞에 -가 붙으면 CDS 시작 전(5' UTR), *가 붙으면 CDS 종결 후(3' UTR)를 의미합니다.

• 예: c.-50G>A → 5' UTR 내 변이
• 예: c.*30T>C → 3' UTR 내 변이
• 예: c.226+5G>A → CDS 226번 위치 이후 인트론의 5번째 염기 변이 (스플라이스 사이트 인근)

변이 기능 분류 요약

변이 유형	코돈 변화	단백질 영향	LoF 가능성	VCF 주석
Synonymous	아미노산 동일	없음 (대부분)	낮음	synonymous_variant
Missense (conservative)	유사 성질 아미노산	낮음~중간	낮음	missense_variant
Missense (non-conservative)	다른 성질 아미노산	중간~높음	중간	missense_variant
Nonsense	종결 코돈 생성	단백질 절단	높음	stop_gained
Frameshift	읽기 틀 어긋남	전체 서열 변화	높음	frameshift_variant
Splice site	스플라이싱 실패	이상 mRNA	높음	splice_donor/acceptor_variant
Stop-loss	종결 코돈 소실	단백질 연장	중간	stop_lost
Start-loss	시작 코돈 소실	번역 불가	높음	start_lost

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전체 흐름 요약

이 글에서 다룬 개념들이 분석에서 어떻게 연결되는지 정리하면 이렇습니다.

[센트럴 도그마]
어떤 NGS 데이터인지에 따라 DNA/RNA/단백질 중 어느 단계를 보는지 결정됨
                    ↓
[게놈 구성]
변이가 엑손/인트론/UTR/인터제닉 중 어디에 있는지에 따라
→ WES로 잡히는지 여부 결정
→ 변이의 기능적 영향 범주 결정 (코딩 서열 영향 vs 조절 서열 영향)
                    ↓
[유전자 구조]
프로모터 → TSS → 5'UTR → 엑손/인트론 → 3'UTR → 폴리A 시그널
각 구조 요소의 변이가 전사량, 스플라이싱, 번역 효율, mRNA 안정성 중
어느 단계에 영향을 주는지 판단
                    ↓
[코돈 테이블 & 변이 기능 분류]
CDS 내 변이가 아미노산을 어떻게 바꾸는지 → 단백질 기능 영향 예측
→ ACMG 변이 분류의 근거가 됨

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